摘要：采用Akura Twin芯片同步评价HER2×CD3 BiTE抗肿瘤药效、免疫活化与肝毒性，区分两种肝损伤机制，准确划定药物安全治疗窗口。
关键词：器官芯片、肝毒性、T细胞治疗、免疫毒性、微流控器官芯片、Akura Twin、BiTE疗法、3D微组织、非临床安全性评价、抗肿瘤药效、CAR-T、细胞因子释放综合征、双特异性T细胞衔接抗体
本研究的数据由罗氏创新中心制药研究与早期开发部门（Roche Innovation Center，Basel，Switzerland）的研究者使用InSphero AG Akura Twin微流控器官芯片产出。该研究围绕HER2×CD3 BiTE双特异性T细胞衔接抗体，在同一高通量双器官芯片模型中同步观察抗肿瘤药效、免疫细胞活化、炎症细胞因子释放和肝脏安全性，为BiTE/TCE/CD3双抗、CAR-T/TCR-T等免疫治疗方案的非临床药效与安全性评价提供了可参考的实验路径。
图：罗氏创新中心制药研究与早期开发部门使用InSphero AG Akura Twin微流控器官芯片开展相关研究。
基于免疫功能完整的高通量InSphero Akura Twin共培养系统进行双特异性T细胞衔接器抗肿瘤疗效与肝脏安全性的联合研究
Akura Twin共培养系统可用于检测细胞因子或诱导免疫反应的药物及细胞治疗方案对肿瘤来源组织或其他器官来源组织产生的非靶标效应。对于BiTE、TCE、CAR-T和TCR-T等免疫治疗研究而言，这类模型的意义在于，它不仅可以观察肿瘤细胞是否被杀伤，还可以同步监测免疫细胞活化、炎症因子释放和正常组织损伤，从而更接近真实药效与安全性之间的平衡关系。
图1. Akura Twin共培养系统毒性测试示意图。使用Akura Twin检测细胞因子或诱导免疫反应的小分子化药、抗体、细胞治疗等方案，对同一肿瘤来源器官或不同器官来源健康或疾病组织产生的非靶标效应。
一、InSphero Akura Twin：一种高通量、更简单的器官间串扰芯片模型
Akura Twin芯片采用并排双腔共培养设计，可实现两个3D微组织（球体或类器官）之间的直接相互作用，并支持引入免疫细胞，准确调控培养腔之间的物质交换与细胞通信。单块培养板至多可同时开展192种实验条件，结合可编程重力驱动灌流系统，研究人员能够选择性地控制相连培养腔之间可溶性因子和免疫细胞的交换，从而构建具有免疫功能的器官间相互作用模型，为器官互作、免疫响应及疾病机制研究提供实验工具。
图2. Akura Twin器官芯片组合示意图。左上为InSphero可编程一体式倾斜器，右上为Akura Twin器官芯片，左下为Akura Twin剖面结构；该结构能实现多器官串联，搭配倾斜器可实现具有生理相关性的流体剪切力。SureXchange凸台设计支持长期给药和多次换液过程中保留微组织，同时具备高通量成像兼容性和通道抗黏附涂层。
二、在高通量Akura Twin微流控器官芯片中重现复杂器官相互作用
该研究的目标是基于Akura Twin芯片同步解析BiTE疗法（Bispecific T Cell Engager，双特异性T细胞衔接抗体）的药物药效、免疫活化以及肝毒性。实验设计使用InSphero 3D InSight肝脏微组织模型，该模型由原代人肝细胞、Kupffer细胞和内皮细胞共同构成；同时使用InSphero 3D InSight Tumor-CAF共培养模型重现肿瘤微环境（TME）；研究中还加入非自体来源免疫细胞，以及临床候选药物HER2×CD3 BiTE（runimotamab，RG6194），用于观察BiTE介导T细胞活化、肿瘤杀伤，以及可能发生的靶向性或脱靶性不良反应、细胞因子释放和肝毒性。
图3. 实验设计及模型表征。
三、抗肿瘤药效：HER2×CD3 BiTE具备细胞和剂量双重依赖的靶向杀伤能力
向体系中加入梯度数量的外周血单个核细胞（PBMC）后，αCD3/αCD28处理组与1 μg/mL HER2×CD3 BiTE给药组均呈现细胞数量依赖性肿瘤消退效应，而仅添加静息PBMC的组别未观察到任何抗肿瘤作用。在体系含有5000个PBMC，也就是效应细胞与肿瘤细胞E:T比例为1:5的条件下，给予梯度浓度HER2×CD3双特异性T细胞衔接抗体处理，可产生剂量依赖性肿瘤杀伤效果。
图4. HER2×CD3 BiTE以剂量依赖方式诱导肿瘤杀伤。
在体系含有5000个外周血单个核细胞（PBMC，效应细胞与肿瘤细胞E:T比例1:5）的条件下，分别采用αCD3/αCD28和1 μg/mL HER2×CD3双特异性衔接抗体处理，培养第7天时可观察到CD3⁺、CD8⁺、颗粒酶B阳性免疫细胞大量浸润至肿瘤微球内部；通过活化Caspase-3染色可直观证实免疫细胞介导肿瘤细胞发生死亡。无PBMC组和仅静息PBMC对照组均未出现免疫细胞浸润，也无肿瘤细胞凋亡现象。
图5. HER2×CD3 BiTE杀伤肿瘤的免疫组化染色结果图。
四、免疫活化特征：体外复现T细胞激活介导的细胞因子释放综合征
体系内加入5000个外周血单个核细胞（PBMC，效应细胞与肿瘤细胞E:T比例1:5），并以10 μg/mL HER2×CD3双特异性T细胞衔接抗体处理后，结果显示HER2×CD3 BiTE可诱导杀伤性T细胞相关细胞因子大量分泌。这一结果说明，该模型能够在观察肿瘤杀伤的同时，同步监测T细胞激活后引发的炎症因子释放，为CRS相关免疫毒性风险判断提供体外参考。
图6. HER2×CD3双特异性衔接器诱导炎症细胞因子释放。
五、肝脏脱靶安全：机制区分直接T细胞浸润损伤与炎症间接肝毒性
在体系中分别加入αCD3/αCD28或1 μg/mL HER2×CD3双特异性T细胞衔接抗体，并搭配梯度数量的外周血单个核细胞共同培养，结果显示培养第3天出现细胞数量依赖性的丙氨酸氨基转移酶（ALT）急性释放，但培养至第7天未再观测到该现象。这说明PBMC数量与早期肝损伤信号之间存在关联，同时该急性损伤具有一定时间窗口。
图7. 梯度PBMC诱导急性肝损伤；第3天ALT释放呈细胞数量依赖性，第7天毒性消退。
体系中加入5000个外周血单个核细胞（PBMC，效应细胞与靶细胞E:T比例1:5），给予梯度浓度HER2×CD3双特异性T细胞衔接抗体处理后，以第3天上清丙氨酸氨基转移酶（ALT）释放量作为评价指标，可见剂量依赖性急性肝损伤；该肝损伤效应在第7天已无法检出。这一结果提示，HER2×CD3 BiTE引发的肝损伤可能与早期强免疫活化和炎症因子释放有关。
图8. 梯度HER2×CD3 BiTE诱导急性肝损伤。第3天ALT释放呈剂量依赖性，第7天损伤缓解。
体系内加入5000个外周血单个核细胞（PBMC，效应细胞与靶细胞E:T比例1:5），分别用αCD3/αCD28和1 μg/mL HER2×CD3双特异性T细胞衔接抗体处理，培养至第7天可见αCD3/αCD28组肝脏微球中出现大量CD3⁺、CD8⁺、颗粒酶B阳性免疫细胞浸润，活化型Caspase-3染色可直观证明免疫细胞直接诱导肝细胞凋亡。而HER2×CD3 BiTE处理组未见免疫细胞向肝脏组织明显浸润，提示该药物引发的肝损伤更符合细胞因子释放综合征（CRS）介导的间接损伤特征。
图9. 肝脏组织免疫组化。广谱T细胞激活剂可诱导T细胞直接浸润肝脏并造成肝细胞凋亡。
六、结论
依托Akura Twin双器官芯片同步开展BiTE药物药效与安全性联合评估，可更准确界定候选药物治疗窗口，并筛选肝脏不良反应风险更低的候选分子。该模型的关键价值在于将抗肿瘤药效、免疫细胞浸润、炎症细胞因子释放和肝脏安全性放在同一高通量人源3D共培养体系中观察，同时能够区分直接T细胞浸润损伤与CRS介导的间接肝毒性，为BiTE/TCE、CAR-T/TCR-T等免疫治疗非临床评价提供了可参考的实验策略。
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关于技术来源
本文基于InSphero公开资料及相关研究信息曼博生物整理，用于科研信息分享、实验参考和免疫治疗药物器官芯片评价思路参考。Akura Twin微流控器官芯片应用涉及3D肿瘤-CAF共培养模型、3D肝脏微组织、PBMC来源、E:T比例、HER2×CD3 BiTE剂量、T细胞浸润、炎症细胞因子释放、ALT释放、Caspase-3凋亡检测和肝毒性机制区分等多项变量，实际应用前仍需结合具体实验条件进行验证。
本文围绕InSphero Akura Twin微流控器官芯片、3D InSight肝脏微组织、3D InSight Tumor-CAF共培养模型、Akura PLUS悬滴培养系统、BiTE/TCE药效评价、CAR-T/TCR-T安全性评价、免疫毒性、肝毒性和细胞因子释放综合征研究等方向提供产品信息与技术资料支持。本文不作为临床应用建议，仅供科研与实验流程参考。